miércoles, 28 de noviembre de 2012

3.5.2.3 Conservación del germoplasma



La conservación de la biodiversidad constituye un objetivo prioritario en un escenario en que las relaciones entre el desarrollo tecnológico y la conservación del ambiente ocupan crecientemente el debate público. En particular, la conservación de los recursos filogenéticos de interés para la agricultura es un factor ampliamente reconocido para contribuir al desarrollo sostenible de la misma y a la conservación de los recursos naturales. Uno de los ventajas más destacables del cultivo de tejidos in vitro es su posibilidad de propagar a gran escala cualquier material vegetal con mínimo riesgo de introducir o reintroducir patógenos y con alto grado de estabilidad genotípica. Por esta razón, han encontrado sus aplicaciones en la conservación e intercambio de recursos fitogenéticos se ha incrementado aceleradamente.
Tradicionalmente, la conservación de recursos fitogenéticos se ha basado en dos metodologías: ex situ e in situ. La conservación ex situ incluye al cultivo de células y/o tejidos vegetales (bancos de germoplasma in vitro). Los métodos de conservación in situ contemplan la preservación de las especies de interés en su hábitat natural. La criopreservación consiste en la conservación a temperaturas ultra bajas (-196°C) en un medio criogénico como el nitrógeno líquido. Durante las últimas décadas se ha avanzado mucho en el estudio de la respuesta del material vegetal a bajas temperaturas. Como parte de ello, se han estudiado los procesos fisiológicos y bioquímicos involucrados en la criopreservación y se han investigado las condiciones que posibilitan la preservación de la viabilidad del material vegetal almacenado por este método.

Los bancos de germoplasma in vitro posibilitan el mantenimiento a largo plazo de material vegetal en medios sintéticos de cultivo, bajo condiciones controladas de luz, fotoperiodo y temperatura. El manejo de este material no difiere demasiado de los procedimientos generales utilizados para la micropropagación vegetal. Ciertas variables, tales como la concentración de los compuestos osmóticamente activos, la concentración del agente gelificante inerte, la temperatura de cultivo y la luz, son ajustadas de manera de determinar una disminución de la tasa metabólica del material vegetal. De esta manera, se logra minimizar la manipulación y espaciar los subcultivos, lo que contribuye al descenso de los costos de mantenimiento. Una práctica general consiste en disminuir la intensidad lumínica y reducir la temperatura. Bajo estas condiciones restrictivas (por ejemplo, en oscuridad y a 4°C), es posible conservar plántulas de Fragaria x ananassa (frutillas o fresas) durante años, con el agregado esporádico de gotas de medio de cultivo fresco al material en conservación. Las condiciones estándar de cultivo in vitro sólo pueden utilizarse para conservación a mediano plazo de especies de crecimiento lento, como por ejemplo Coffea arabiga. Las plántulas de café micropropagadas pueden ser conservadas en un medio de cultivo estándar a 27°C, sin necesidad de ser repicadas o subcultivadas periódicamente a medio fresco, durante un año.















3.5.2.2 Suprencion de crecimiento



Como se discutió antes, siempre existe un riesgo, mayor o menor, de inestabilidad citogenética cuando se conserva el germoplasma mediante el cultivo de tejidos in vitro a largo plazo. Este riesgo se puede minimizar utilizando tejidos organizados (meristemos, yemas y cultivos derivados) y reduciendo la tasa de crecimiento mediante la temperatura baja. Con forme se reduce la temperatura de un tejido, el metabolismo celular disminuyendo hasta llegar a un estado de “suspensión animada” cuando la temperatura alcanza niveles inferiores a -150 ªC; a esta temperatura, los procesos biológicos han cesado y las posibles causas de inestabilidad se habrán, por tanto, minimizado o eliminado.

Se han discutido hasta aquí los aspectos relacionados con la conservación in vitro; se discutirán ahora estos aspectos pero aplicándolos a la yuca. (Manihot esculenta Crantz), cultivo que ha sido objeto de investigación profunda en la unidad de Investigación en Biotecnología del CIAT.

3.5.2.1 Factores que limitan el crecimiento



El crecimiento rápido de los cultivos a tasas mortales exige más mano de obra y aumenta la posibilidad de pérdidas debidas a accidentes o a contaminación microbiana durante la repetición continua de los subcultivos; es necesario entonces reducir el mínimo la frecuencia de los subcultivos, con lo que se logra además minimizar la posibilidad de variación genética.
El método consiste en mantener los cultivos (Yemas, plántulas derivadas de nudos o directamente de meristemos) o químicas (composición del medio de cultivo) que permite extender al máximo el intervalo de transferencia a los medios frescos, sin que ello afecte la viabilidad de los cultivos.

La tasa de crecimiento de los cultivos in vitro puede controlarse empleando, principalmente, los siguientes factores; temperatura, nutrimentos inorgánicos y orgánicos, reguladores del crecimiento, y concentración osmótica del medio.
Otros factores, como el tamaño de los tubos de ensayo o de los frascos, la calidad y concentración del agente gelificante, la adición de carbón activado al medio, la limitación de la oxigenación, la intensidad de la luz y del fotoperiodo, entre otros, son también importantes en el control del crecimiento.



3.5.2 Métodos de conservación



Crioconservación  es la conservaciónón de material biológico a muy bajas temperaturas. Rango -20 ºC a -196 ºC (nitrógeno líquido) El nitrógeno líquido es la temperatura práctica más baja disponible. A la temperatura de equilibrio, la difusión molecular es extremadamente lenta y la probabilidad de que ocurran reacciones químicas es prácticamente nula

1. con crecimiento
Ø  Transferencia seriada

 2. con metabolismo limitado
Ø  Baja concentración de nutrientes

3. con metabolismo detenido
    3.1  Congelamiento (crioconservación)
    3.2  Deshidratación
  L-drying: secado desde la fase líquida, silicagel, celulosa (papel), suelo, perlas de porcelana  Liofilización (freeze-drying)






3.5.1.4 Estrategias



Es grande el rango de especies vegetales cultivadas cuya conservación es accesible a las técnicas in vitro. La conservación de los recursos fitogeneticos mediante los métodos del cultivo in vitro se logra haciendo cambios en el ambiente de cultivo para desacelerar o suprimir totalmente el crecimiento de las células y de los tejidos; el objetivo es aumentar al máximo el periodo de transferencia del cultivo o extenderlo indefinidamente. No obstante, debe realizarse, como se indico anteriormente, una evaluación científica cuidadosa de las ventajas y desventajas de una estrategia in vitro de la conservación de recursos genéticos para cada caso especifico.

Se han propuesto dos tipos de conservación in vitro de los bancos genéticos (Withers y Williams, 1985): el banco genético in vitro activo (IVAG, en ingles) donde los cultivos se mantienen en crecimiento lento,  el banco genético in vitro básico (IVBG en ingles) donde los cultivos son crioconservados.






3.5.1.3 Estabilidad genética



La estabilidad genética de los cultivos ha sido, durante mucho tiempo, un motivo de inquietud cuando se piensa aplicar las técnicas in vitro para la conservación del germoplasma. El material recuperado de la conservación in vitro debe representar genéticamente al material utilizado. Cualquier sistema de cultivo in vitro será inaceptable si introduce un alto riesgo de inestabilidad genética o de selección entre genotipos – o de ambos casos (Withers, 1988).

En cultivos propagados vegetativamente se han aplicado criterios morfológicos para caracterizar los genotipos, diferencias que son difíciles de detectar en los cultivos propagados in vitro. Se ha señalado que la variación genética causada por un reajuste cromosómico puede presentarse en el cultivo de tejidos (D, Amato, 1964). Existe también una correlación entre el tiempo en el que el material vegetal se cultiva como callo y la probabilidad de que ocurran en el cambios cromosómicos; esto podría causar un cambio hacia un tipo variante en la propagación in vitro (Schilde- Rentschler y Roca, 1987).

Los sistemas de cultivo de tejidos presentan diferentes niveles de riesgo de variación genética. Así, por ejemplo, los sistemas más estables son los cultivos de meristemos y la micropropagacion nodal; les siguen los embriones somáticos y las yemas adventicias; por último, los más inestables, en teoría, son los cultivos de células y protoplastos. Igualmente, entre las dos estrategias de conservación in vitro – el crecimiento lento y la crioconservacion- hay posibilidades de variación debidas a la posible regeneración. 
















3.5.1.2 Viabilidad



La evaluación de la viabilidad de los cultivos in vitro se debe realizar sistémicamente. En condiciones de crecimiento lento, en que el periodo de transferencia se extiende durante meses o años, la frecuencia de evaluación de los cultivos aumenta en comparación con la evaluación que se haría al material conservado bajo nitrógeno líquido, por ejemplo. Las características más importantes que se evalúan en el almacenamiento de crecimiento lento de cultivos derivados del ápice de yemas son; contaminación, senescencia de la hoja (la razón hojas verdes/ hojas muertas), numero de brotes verdes (para micropropagacion adicional), numero de nudos viables (verdes) en relación con la longitud del tallo (verde), presencia o ausencia de raíces, y ocurrencia de callo. 

3.5.1.1 Regeneración



La regeneración de plantas enteras basadas en los sistemas de cultivo de células es, a menudo, el paso que limita la aplicación de técnicas de cultivo in vitro a especies vegetales que no se pueden propagar mediante meristemos preformados. A pesar de la capacidad que tienen para iniciar callo diversos tejidos y órganos de muchas especies cultivadas, la regeneración producible de plantas enteras sigue siendo problemática. La regeneración adventicia mediante la embriogénesis somática  es muy deseable, ya que el proceso ofrece altas tasas de multiplicación y produce propágalos que poseen ejes de raíz y de yemas (Stam y Henhaw, 1987). Los embriones somáticos pueden pueden desarrollarse de células únicas y se pueden recuperar plantas con genotipos más estables (Evans et al,. 1981).

3.5 Conservación in vitro



3.5.1 Aspectos importantes en la conservación in vitro
La conservación in vitro tiene que considerarse como parte de la estrategia general de conservación de una especie vegetal, es más bien un auxiliar valioso y un suplemento de la conservación de los recursos genéticos. Solo ocasionalmente, el almacenamiento in vitro sería la única estrategia para conservar una especie dada. Para algunos frutales tropicales como el cacao (Theobrama), la estrategia principal de conservación estaría probablemente en los bancos genéticos in vitro que utilizan las técnicas in vitro para evaluar la variabilidad genética de las especies, y para la colección e intercambio de esta. Los cultivos de raíces y tubérculos, como papa, yuca y batata (Ipomoea), se almacenarían como semilla durante cortos periodos, de modo que, para ellos, los métodos in vitro serian complementarios para la conservación de genotipos específicos (cultivares, híbridos, clones elite) y para el traslado  internacional de clones. Para otros cultivos de tubérculos y raíces tropicales y para especies de frutales como Musa sep., que rara vez producen semilla y son prácticamente estériles, el almacenamiento in vitro y los bancos genéticos es situ en el campo estarían probablemente a la par. 










3.4.4 Aplicación agronómica



Con estas técnicas de cultivos in vitro se facilita la propagación de cultivos vegetales, ya que podemos mantenerlas en lugares reservados y completamente limpios para evitar el contacto con los hongos u otros factores contaminantes, la mayoría de las plantas se pueden propagar de esta manera ya que se mantienen en soluciones nutritivas (stock), la cual mantienen las cantidades exactamente medidas para la alimentación de las plantitas es una forma de propagación rápida, en poco tiempo podemos multiplicar las plantas ayudando a que no se  extingan territorialmente y por lo tanto mantenerlas en las áreas agronómicas donde son adaptadas por manejo de invernaderos y aclimatación controlada, para que no sufran daños por el cambio de clima y así mantener o conservar variedades de plantas en peligro de extinción y que sean aplicadas a la agricultura.






3.4.3 Fusión de protoplastos



La transparencia 77 muestra una típica suspensión de protoplastos de Nicotiana tabacum. Los protoplastos son células vegetales desprovistas de pared celular. La introducción en la década de los años 60 de métodos de aislamiento de protoplastos viables por tratamientos enzimáticos posibilitó su obtención a gran escala y su utilización para estudios experimentales. En medios nutritivos adecuados y bajo condiciones controladas de cultivo, los protoplastos pueden regenerar su pared celular, dividirse y diferenciarse dando lugar a plantas completas.

Los protoplastos constituyen un explanto ideal para diferentes aplicaciones biotecnológicas. La ausencia de pared celular rígida y la completa exposición de la membrana plasmática hacen de los protoplastos un sistema útil para el estudio de los fenómenos de transporte a través de esta última. Numerosas investigaciones acerca del proceso de infección y replicación de virus fitopatógenos se han valido de los protoplastos como herramienta de indagación. También han sido utilizados para la elucidación de la especificidad y modo de acción de patógenos fúngicos y bacterianos. Los protoplastos aislados son capaces de incorporar organelas exógenas, tales como núcleos y cloroplastos, así como también ADN, proteínas, y otras macromoléculas, lo que posibilitó el desarrollo de ensayos de transformación genética y de fusión. Estos explantos pueden ser empleados con éxito en ensayos de mutagénesis y la regeneración posterior de plantas transgénicas.

El incremento en la variabilidad genética puede inducirse en poblaciones homogéneas de células vegetales, protoplastos o callos, mediante la exposición a agentes mutagénicos físicos o químicos. Estos agentes permiten de incrementar el aislamiento de variantes genéticas cuando los cultivos son mantenidos bajo condiciones selectivas que permiten la rápida detección de mutantes. Los principales tipos de mutantes son: a) auxotróficos; aquellos que requieren suplementos nutricionales para su crecimiento; b) resistentes; los que resisten a drogas específicas, antimetabolitos o condiciones nutricionales anormales y c) autotróficos; aquellos que crecen y prosperan en medios de cultivo deficitarios y son capaces de sintetizar compuestos normalmente requeridos por las líneas wild type.

























3.4.2 Variación somaclonal



Esta plenamente comprobado que ocurren modificaciones genéticas en las células y los tejidos cultivados in vitro. Muchas de estas modificaciones se manifiestan como mutaciones heredables a las progenies de las plantas regeneradas. Este fenómeno se conoce como variación somaclonal (Larkin y Scowcroft, 1981).

La variación somaclonal puede usarse, con muchas frecuencias, para recuperar la variación genética natural de una variedad. La variación somaclonal es superior también al mejoramiento por mutaciones inducidas puesto que en las plantas regeneradas que derivan de células individuales, la ocurrencia de mosaicos es mínima. En la mayor parte de los casos, por tanto, los somaclones pueden estabilizarse en una generación; las mutaciones, en cambio requieren  varias generaciones y retrocruces. La variación somaclonal puede causar una variación temporal (epigenetica) o una variación genética. Por definición, los cambios epigeneticos no se transmiten meioticamente, razón por la cual no son útiles en el fitomejoramiento. Una variación fenotípica tiene valor en el fitomejoramiento si proviene de una verdadera modificación del material genético, (Meins, 1983).

El origen de la variación no siempre es claro, y puede diferir entre una planta y otra. Puede ser por ejemplo, reordenamiento cromosómico,  considerando el principal mecanismo que genera la variación somaclonal; puede deberse también a un entre cruce (crosisng over) somático, a un intercambio de cromatidas hermanas, a una alteración de los neoclotidos por multiplicación.
















3.4 Técnicas in vitro aplicadas al fitomejoramiento



3.4.1 Producción de haploides: cultivo de anteras y óvulos
Los métodos más ampliamente usados para la creación de haploides duplicados se valen de la hibridación interespecifica o intergenetica, y de cultivo de esporas (masculinas o femeninas). La alternancia de generaciones gametofiticas y esporofiticas en las plantas superiores. Los granos de polen  de la papa silvestre (Solanum phereja), contienen solo un núcleo generativo causado por un gametogénesis anormal. Las células gametofiticas (microsporas o megasporas) se puede inducir, en el cultivo, a abandonar su curso ontogenetico normal para seguir una vía esporofitica que conduzca a la formación de esporofitos haploides, el proceso se llama androgénesis cuando las microsporas originan embriones y plantas y ginegenesis cuando tiene lugar en el cultivo de óvulos y de ovarios (Bossoutrot y Hosemans, 1985). La androgénesis, obtenida mediante el cultivo de anteras, es la técnica más ampliamente usada para la inducción de haploides y ha demostrado tener gran importancia para el fitomejoramiento.

Anteras mediante esta técnica, las anteras inmaduras que contienen polen en una etapa especifica de desarrollo se colocan en medios donde el polen inmaduro se divide para formar embriogénesis o callo. Transferidos estos medios de regeneración, se forman plantas. En la mayoría de los casos se producen plantas haploides estériles, pero en algunas especies ocurre una duplicación espontanea de los cromosomas en las etapas de desarrollo del callo y de regeneración de la planta.

Condiciones que afectan el cultivo de anteras

Genotipo de las plantas donadoras, el genotipo es quizás el factor más importante que afecta el cultivo de anteras. La variabilidad en la respuesta al cultivo de anteras se ha hallado entre especies y dentro de ellas, y se ha demostrado la heradabilidad de esta respuesta (Wenzel y Uhrig, 1981). Dicha capacidad para el cultivo de anteras es particularmente evidente en cultivares de arroz de los tipos Japónica e Indica, (Keller et al., 1987). Además de la capacidad genotípica general para el cultivo de anteras, se han determinado, en la cebada y en el trigo, rasgos heredados independientemente respecto a componentes específicos de la androgénesis, como la inducción de callo y la regeneración de plantitas (Wenzel ec al., 1985; Lazar et al., 1984). Demostraron que ambos rasgos eran altamente heredables.

















3.3.6 factores que ayudan a incrementar que la posibilidad de obtener plantas libres de patógenos



El cultivo de meristemos facilita la eliminación de patógenos
La eficiencia del cultivo de meristemos como procedimiento para la obtención de plantas sanas dependerá del tamaño del explante. Existe una situación de compromiso entre el tamaño mínimo posible del meristemo y su capacidad de  desarrollar y prosperar durante el cultivo in vitro.

El domo meristemático no está vascular izado  (muchos patógenos se translocan por los tejidos  de conducción).
Ø  El número de partículas virales es menor  en los meristemos que en otros tejidos (White, 1934).
Ø  La velocidad de división celular a nivel del meristema  es mayor que la velocidad de replicación de un virus.
Ø  Las primeras plantas saneadas a partir del cultivo de meristemos fueron obtenidas por Morel y Martin entre 1952 y  1957 a partir de  cultivos de papa y Dahlia.
Aspectos técnicos del cultivo de meristemas

Equipamiento
Ø  Elementos generales para cultivo in vitro.
Ø  Lupa estereoscópica.
Ø  Instrumental de disección.




























3.3.4 Cultivo de embriones



El cultivo de embriones inmaduros consiste en la disección de los mismos bajo condiciones de esterilidad y en su transferencia a un medio adecuado de cultivo bajo condiciones controladas. En general, resulta fácil obtener embriones libres de patógenos, ya que se encuentran protegidos dentro del medio estéril del ovario. Antes de la disección y establecimiento in vitro, se debe proceder a desinfectar superficialmente los ovarios, semillas y/o frutos que los contienen. En el caso de semillas con tegumentos duros o gruesos, se las sumergirá en agua durante uno o pocos días para luego utilizar soluciones desinfectantes. Las semillas esterilizadas deben ser abiertas dentro de un gabinete de flujo laminar. Los embriones inmaduros se remueven de la semilla y se siembran en medio nutritivo estéril. En muchos casos, la disección de los embriones se lleva a cabo bajo una lupa estereoscópica instalada dentro del cuarto estéril. Durante la manipulación debe tenerse particular cuidado para evitar daños mecánicos o deshidratación. El aspecto más importante del cultivo de embriones es la composición del medio sintético de cultivo. Cuanto más joven o inmaduro es el embrión, mayores son sus requerimientos nutricionales, requiriendo sales inorgánicas y una fuente de hidratos de carbono (sacarosa), diferentes combinaciones de vitaminas, aminoácidos, reguladores del crecimiento y, en algunos casos, extractos naturales de endospermo, tales como agua de coco. Dado que en general los embriones inmaduros se encuentran naturalmente embebidos dentro del endospermo que los rodea, resulta recomendable adicionar compuestos osmóticamente activos al medio de cultivo (por ejemplo, manitol).














3.3.3 Cultivo de ápices meristematico



El cultivo de meristemos representa una metodología para el saneamiento in vitro de plantas infectadas. Sumados a la disección y establecimiento in vitro de los meristemas (explantos) de la planta madre infectada resulta aconsejable emplear otros tratamientos: la termoterapia y la quimioterapia. Estos tres diferentes procedimientos pueden usarse por separado, pero incrementan notablemente su efectividad cuando se los combina, trabajando in vivo e in vitro.
Los principales problemas fitosanitarios se deben a la presencia de patógenos cuya eliminación, a través del uso de antibióticos y fungicidas, no resulta eficiente. Es conocido que no existen tratamientos para eliminar las enfermedades de origen viral. Por esto, resulta necesario complementar las técnicas antes mencionadas. El cultivo de meristemas para el saneamiento de plantas infectadas resulta altamente eficiente en el caso de plantas que se propagan vegetativamente. En la mayoría de los casos la reproducción sexual constituye una barrera para la transmisión de virus y bacterias.

En el cuerpo de una planta se reconocen diferentes tipos de meristemas

Meristemos apicales
Ø  Están localizados en la porción terminal o distal del vástago y de la raíz.
Ø  Sus divisiones dan lugar a las células de los tejidos  primarios del tallo y la raíz.
Ø  Son organogénicos.
Ø  Determinan el crecimiento en largo de tallos y raíces.
 Meristemos secundarios
Ø  Determinan el crecimiento radial de los órganos vegetales.
Ø  Dan lugar a los tejidos de conducción.
 Meristemos florales
Ø  Derivan de la transformación de meristemos apicales.
Ø  Se limitan a la producción de órganos florales.
 Meristemos intercalares
Ø  En el curso del desarrollo de la planta, persisten restos   de los meristemos apicales intercalados en los tejidos maduros.
Ø  Determinan el crecimiento en largo de tallos y raíces